Главная > Публикации > Новые технологии в хирургии XXI века: перспективы применения стволовых клеток (рус.) Добавить в избранное

Медицинский центр пластической хирургии и лазерной косметологии «Парацельс 2001»

 
Эпиляция зоны бикини
Телефон для справок: (495) 937-80-80
Фотографии фейслифтинг

Публикации

О.И.  СТАРЦЕВА, Д.Г.  ТАГАБИЛЕВ Российский научный центр хирургии РАМН, Москва
O.I.  STARTSEVA, D.G.  TAGABILEV Russian Research Center of Surgery, Moscow, Russia

ВВЕДЕНИЕ

Одним из перспективных и наиболее широко обсуждаемых в доступной литературе направлений развития хирургических технологий является изучение и применение стволовых клеток. К сожалению, практическое использование стволовых клеток пока только обсуждается, однако получение чистых линий стволовых клеток скоро станет реальным. Результаты экспериментальных исследований по применению стволовых клеток в различных областях хирургии многообещающие и позволяют рассчитывать на прорыв в лечении различных заболеваний. Представляем вашему вниманию обзор литературы, демонстрирующий преимущества и перспективы применения стволовых клеток в различных областях хирургии, на основе результатов исследований, выполненных в мире на сегодняшний день

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Термин «стволовая клетка» обозначает клеткуродоначальник, способную дифференцироваться в различные специализированные клетки, выполняющие специфические функции в организме человека (например клетки мышечной ткани, головного мозга или крови). Выделяют эмбриональные стволовые клетки (ЭСК) и стволовые клетки взрослого организма [2]
Основа разнообразия многоклеточных живых организмов представлена в одной единственной оплодотворенной яйцеклетке. Однако яйцеклетки, зиготы и бластомеры долгое время не удавалось перевести в многократно делящиеся линии, добиться своеобразного бессмертия линии. Невозможно было получить достаточное количество этого ценного и перспективного материала для исследования свойств стволовых клеток, а также возможностей влияния на их развитие и дифференцировку. Кроме того, экспериментальная работа с человеческим эмбрионом сопряжена с морально-этическими противоречиями. Во многом эти проблемы были преодолены с получением линий изолированных ЭСК, которые по существу являются пролиферирующими «дублерами» зиготы. ЭСК сочетают в себе уникальные свойства — способность к многократному делению (некоторые клеточные линии в культуре удавалось поддерживать в течение 2 лет, при этом такие культуры проходили до 450 циклов самоудвоения без признаков анеуплоидии и малигнизации) и способность воспроизводить все 250 типов клеток человека [8]. Первое свойство с успехом используется для получения в условиях in vitro достаточного объема клеточной массы с целью исследования свойств стволовых клеток для их практического применения. Второе свойство позволяет различными способами (путем изменения состава среды культивирования, применения ростовых факторов и др.) влиять на процесс дифференцировки стволовых клеток, что в свою очередь дает возможность получать в культуре специализированные клетки человеческого организма [40]. Различные виды стволовых клеток обнаруживают с частотой 1 на 100 000 специализированных клеток во многих тканях и органах: мезенхимальные стволовые клетки (МСК), нейрональные стволовые клетки, стволовые клетки, выделенные из жировой ткани (adipose derived stem cells), стволовые клетки кожи, печени и т.д.  Стволовые клетки взрослого организма практически не уступаютЭСК по пролиферативной активности, но имеют более низкий потенциал дифференцировки
Сегодня значение термина «стволовая клетка» существенно расширено. В литературе под понятием «стволовая клетка» понимают любые клетки организма, способные к активной пролиферации и дифференцировке в другие виды клеток вне зависимости от их количества. Наибольшей потентностью (способностью к дифференцировке) in vitro обладают плюрипотентные ЭСК — в разных органах из донорских клеток формируются любые клеточные линии. М ульти потентные регионарные стволовые клетки взрослого организма обладают пластичной плюрипотентностью, которая сильно варьирует в контексте органа реципиента. Так, пересадка клеток костного мозга в различные органы приводит к формированию тканеспецифичных ростков донорской ткани. Монопотентные стволовые клетки способны созревать только в один преобладающий тип клеток. Предполагается, что в здоровом организме стволовые клетки обеспечивают естественное обновление тканей, а при их повреждении непосредственно участвуют в процессе репарации. При этом стволовые клетки начинают активно пролиферировать и дифференцироваться, восполняя потерю специализированных клеток [10, 11, 60]
В ряде научных работ обсуждается возможность влияния микроокружения на дифференцировку стволовых клеток, т.е.  трансплантация стволовых клеток в разные органы приводит к формированию тканеспецифичных ростков (в печени — гепатоцитов, в ЦНС — нервных клеток и т.д.) [34, 73, 84]. Авторами рассматриваются впечатляющие перспективы возможного применения уникальных свойств стволовых клеток в клинической практике лечения болезней как терапевтического, так и хирургического плана [1,3,6–10,  13, 24,41,65,  85, 89]
В литературе широко обсуждаются возможности применения стволовых клеток в лечении переломов, остеодегенеративных заболеваний костей и суставов [67,80,86,91]
Костный мозг содержит мезенхимальные стволовые клетки (МСК). Так же как и другие виды стволовых клеток, МСК способны интенсивно размножаться in vitro. МСК in vitro и in vivo дают начало клеткам мезенхимальныхтканей, включая костную и хрящевую [46]. Эти свойства позволяют надеяться на успешное внедрение МСК в клинику. Современные биотехнологии позволяют получать собственные МСК пациента из биоптатов костного мозга, создавать достаточную клеточную массу, корректировать процесс дифференцировки для получения нужных клеточных линий, закреплять полученную массу специализированных клеток на биополимерной основе [69]. Созданная конструкция может быть трансплантирована пациенту [79]
В экспериментальном исследовании, проведенном на 20 поросятах, для восстановления костного дефекта использовали современные клеточные технологии и полимеры [27]. Двусторонний костный дефект верхней челюсти (3×1,2 см) был закрыт с помощью трансплантации генетически модифицированных мезенхимальных стволовых клеток костного мозга. Через 3 мес после имплантации контрольные гистологические исследования подтвердили образование на месте дефекта зрелой костной ткани с хорошей минерализацией. SD-реконструкция на компьютерном томографе показала почти полное восстановление подглазничного края. Биомеханические тесты не выявили различий в компрессионной устойчивости нормальной костной ткани и ткани, построенной на основе МСК
Аллогенные стволовые клетки использовали для восполнения обширного костного дефекта диафиза бедренной кости [15]. Для закрытия костных дефектов средней части диафизов бедренных костей у 12 собак применяли МСК, фиксированные на полых керамических цилиндрах. Гистологический и радиологический контроль проводили на 4, 8 и 16-й неделях после имплантации. По результатам проведенных тестов признаков иммунного ответа на аллогенные МСК выявлено не было. К 8-й неделе костная мозоль полностью покрывала всю длину цилиндра (21 мм), костная ткань проникала в поры имплантанта. К 16-й неделе полностью сформировался новый участок кости, включающий имплантант. По сравнению с контрольной группой (группой животных с керамическими имплантантами без стволовых клеток) процесс регенерации проходил значительно эффективнее, количество пор керамического цилиндра, заполненных вновь образованной костной тканью, было достоверно выше. Подобный эксперимент был проведен на овцах [25]. Протяженные критические костные дефекты были успешно устранены с использованием биокерамического имплантанта со стволовыми клетками
Получение аутологичных мезенхимальных стволовых клеток из костного мозга сопряжено с техническими трудностями. Кроме того, одномоментно можно получить очень небольшое количество клеток. Альтернативой могут быть стволовые клетки жировой ткани, получаемые более легким путем и в большем количестве. Показано, что по своим свойствам они близки к мезенхимальным столовым клеткам. В частности, in vitro стволовые клетки жировой ткани на специальных средах с добавлением соответствующих ростовых факторов дают линии клеток-производных мезенхимы, включая клетки хрящевой и костной ткани. Экспериментально продемонстрирована эффективность применения полученных из жировой ткани стволовых клеток в лечении костно-хрящевых дефектов у новозеландских белых кроликов [66]
Наибольший прогресс достигнут на сегодняшний день в исследованиях, связанных с перспективой использования стволовых клеток для лечения сердечнососудистых заболеваний, что объясняется наибольшей интенсивностью изучения данных технологий в кардиологии
Сердечно-сосудистые заболевания являются основной угрозой здоровью населения в развитых странах, в связи с чем в этой области постоянно разрабатываются новые методы лечения. Клеточные биотехнологии вызывают растущий интерес как многообещающий метод восстановления структуры и функции сердца. Имплантация способных к дифференцировке в миобласты и кардиомиоциты стволовых клеток в постинфарктные участки миокарда позволяет компенсировать потерю кардиомиоцитов, приводящую к развитию сердечной недостаточности. Трансплантация фетальных кардиомиоцитов показала свою эффективность, однако этические и технические проблемы существенно ограничивают применение этой методики в клинике. Хорошие результаты в лечении заболеваний сердца были получены при использовании аутологичных миобластов в исследованиях на животных. Большие успехи возможны при использовании стволовых клеток костного мозга, способных in vitro и in vivo дифференцироваться в кардиомиоциты и эндотелиальные клетки [14, 53, 61, 62,68,87,88,92]
М. Ozbaran и соавт. наблюдали 6 пациентов с ишемической кардиомиопатией, в лечении которых была применена трансплантация стволовых клеток [72]. У всех пациентов были выявлены клинические, рентгенологические и эхокардиографические признаки сердечной недостаточности. Уровень фракции выброса левого желудочка составлял менее 25 %. Операцию на открытом сердце дополнили трансплантацией аутологичных стволовых клеток в пораженные участки миокарда. Проведенная процедура позволила существенно улучшить качество жизни пациентов, уменьшить клиническую симптоматику, добиться улучшения эхо-кардиографической картины, увеличения фракции выброса по сравнению с состоянием до операции и контрольной группой пациентов, которым была выполнена аналогичная операция, но без трансплантации стволовых клеток
Применение стволовых клеток, выделенных из скелетных мышц, позволило добиться хорошего клинического результата в лечении пациентов с ишемической болезнью сердца, ранее перенесших инфаркт миокарда [44]. У 12 пациентов эндоваскулярное вмешательство на коронарных артериях было дополнено интрамиокардиальной инъекцией аутологичных миобластов. Фракция выброса левого желудочка через 3 мес после операции увеличилась с 35,5±2,3 до53,5±4,98 %. Проведенные обследования показали увеличение жизнеспособности сердечной мышцы в зонах инфаркта. Аритмогенной активности в участках трансплантации выявлено не было
Показана способность мезенхимальных стволовых клеток, полученных из костного мозга овец, к адгезии и размножению на поверхности специальных композитных материалов [75]. Благодаря этой способности получена «ткань», по своим биомеханическим свойствам приближенная к створкам клапанов сердца, что позволяет рассматривать МСК в качестве потенциального материала для получения искусственных сердечных клапанов
В ряде работ обсуждается способность стволовых клеток под воздействием специфических факторов дифференцироваться в клетки печени и эндокринные клетки поджелудочной железы. При трансплантации культивированных in vitro клеток экспериментальным животным наблюдается их успешная интеграция в паренхиму органа [47–49, 55]
Трансплантация стволовых клеток, не прошедших in vitro направленную дифференцировку, в эксперименте не приводит к образованию из них инсулинпродуцирующих клеток. Процесс регенерации поджелудочной железы усиливается вследствие ускоренной пролиферации панкреатических клеток реципиента. Такой эффект достигается за счет активирующего влияния донорских стволовых клеток, встраивающихся в протоковый и островковый аппарат поджелудочной железы [45, 59]. Протоковые структуры поджелудочной железы содержат стволовые клетки, которые в условиях in vitro способны к размножению, дифференцировке и образованию функционально активных участков, подобных островкам Лангерганса. Полученные in vitro клеточные структуры изменяли уровень секреции инсулина в ответ на колебания содержания в среде глюкозы [74]. Их трансплантация мышам с инсулинзависимым диабетом сопровождалась васкуляризацией имплантантов и обратным развитием заболевания
Сахарный диабет I типа обусловлен аутоиммунной реакцией организма на инсулинпродуцирующие р-клетки островков Лангерганса поджелудочной железы. Для лечения этой патологии возможна трансплантация функционирующих островков, полученных in vitro при дифференцировке стволовых клеток [28, 77, 94]. Можно предположить, что имплантаты, как и собственные р-клетки, будут подвержены агрессии со стороны иммунной системы реципиента. Эта проблема может быть решена путем заключения трансплантируемого клеточного материала в капсулы на основе искусственных мембран, изолирующих имплантанты от иммунной системы организма. Описаны 3 основные методики применения инкапсулированных инсулинпродуцирующих клеток: внутрисосудистые макрокапсулы, включаемые в кровоток по типу ар-териовенозного шунта; внесосудистые макрокапсулы; внесосудистые микрокапсулы, трансплантируемые в брюшную полость. Наилучшие результаты были достигнуты при использовании микрокапсул [35]
В то время как во всем мире пересадка печени становится привычной операцией для лечения терминальной стадии заболеваний печени, разрабатываются методы, позволяющие эффективно устранять явления печеночно-клеточной недостаточности, готовить пациента к этой сложной, сопряженной с высоким риском, процедуре или даже избежать ее [36, 39, 42, 56, 64]. Изолированные гепатоциты частично восстанавливают синтетическую и детоксикационную функции печени. Для получения гепатоцитов in vitro могут быть использованы различные линии стволовых клеток разных органов [31, 37, 51, 52, 54, 78, 90]
В экспериментах на крысах показано, что при ги-пербилирубинемии совместное введение гепатоцитов и стволовых клеток костного мозга вызывает выраженное снижение уровня билирубина в плазме крови [57, 58]. Введение изолированных гепатоцитов также приводит к снижению гипербилирубинемии, но в несколько меньшей степени. Снижение уровня билирубина сохранялось до 10 нед после процедуры
На сегодняшний день основной проблемой ортотопической пересадки печени является реакция отторжения. Исследования, проведенные на животных, продемонстрировали возможность решения этой проблемы с помощью трансплантации стволовых клеток костного мозга в пораженную печень [19]. У 62 % экспериментальных животных при трансплантации стволовых клеток в печень после тяжелой реакции отторжения наблюдалось формирование новых полноценных печеночных долек
Еще одно направление интенсивного изучения возможности практического применения стволовых клеток связано с лечением ожогов. При поражениях кожи часть мезенхимальных стволовых клеток костного мозга мигрирует в область поражения и принимает участие в процессах регенерации и обеспечении локального гомеостаза [21]. Методы лечения глубоких ожоговых ран у животных с применением фибробластов оказались достаточно эффективными [81]
Для лечения глубоких ожогов более 70 % поверхности тела у 19-летнего пациента использовали искусственный аналог кожи в сочетании с фибробластами и кератиноцитами, культивированными in vitro [93]. Из-за малой площади непораженных участков пересадка здоровой кожи была невозможна. Использование клеточных технологий в лечении пациента позволило добиться хорошего косметического и функционального результата. Применение для лечения ожоговых ран эпидермиса, полученного при дифференцировке стволовых клеток in vitro, позволяет ускорить процесс регенерации и также демонстрирует хорошие косметические и функциональные результаты [71]
В.И.  Шумаков и соавт. [12] провели сравнение эффективности применения эмбриональных фибробластов и мезенхимальных стволовых клеток костного мозга для лечения глубоких ожоговых ран. Суспензию клеток наносили на ожоговую поверхность у крыс. Уже на 3-й сутки выявили значительную разницу в течении раневого процесса по сравнению с контрольной группой животных. Регенерация в ожоговых поверхностях, обработанных фибробластоподобными стволовыми клетками, проходила активнее. Наблюдалось более активное образование сосудов и коллагеновой пленки. С течением времени разница в динамике процесса заживления усиливалась. Авторы пришли к заключению, что при использовании фибробластоподобных стволовых клеток процесс заживления ожоговых ран ускоряется за счет снижения воспалительной инфильтрации, увеличения темпов развития сосудистой сети и грануляционной ткани
Перспективы использования стволовых клеток в пластической хирургии не ограничиваются лечением ожогов. Развитие микрохирургической аутотранс-плантации тканей позволяет не только успешно закрывать сложные дефекты, но и формировать утраченные структуры и части тела. Примером этого является формирование неофаллоса и пластика уретры с использованием реваскуляризированного и реин-нервированного кожно-мышечного торакодорсаль-ного аутотрансплантата и кожно-фасциального лучевого аутотрансплантата [5]. Дальнейший прогресс реконструкции связан с попыткой максимально приблизить пластический материал по тканевым свойствам к восстанавливаемым структурам. Следующим шагом в развитии микрохирургической аутотрансплантации тканей является префабрикация аутотрансплантатов — формирование их заранее с целью придания им свойств, максимально соответствующих потребностям дефекта. Безусловно, эффективное создание специализированных тканевых аутотрансплантатов возможно только с использованием клеточ-ныхтехнологий. Так, например, с помощью клеточных биотехнологий может быть решена проблема формирования неоуретры, максимально приближенной по своим свойствам к естественной
В последние годы повышается интерес к возможности получения уротелиальной выстилки на различных нативных и искусственных основах. Клеточные биотехнологии уже сегодня позволяют культивировать in vitro уротелиальные клетки, полученные с помощью метода микродиссекции [30, 38, 76, 82]. Чаще всего используется материал, полученный трансуретрально из стенки мочевого пузыря. Слизистая, представленная уротелиальными клетками, отделяется от подлежащих тканей и делится на порции объемом 1 –2 мм3 с помощью микрохирургической техники. Культивирование проводится на специальных многокомпонентных средах, содержащих сыворотку, аминокислоты, антибиотики, в атмосфере, содержащей 5 % СО2. Соблюдается строгий температурный режим — 37 °С. Время культивирования составляет от 7 до 20 дней. При одном пассаже в культуре можно получить до 3–3,2×104 клеток/см2. Линию удается культивировать до 4 раз. Для гистологического контроля культуры используется фазово-контрастная микроскопия, а также определяется экспрессия цитокератинов. Достоинством этого метода является получение достаточного количества уротелиальных клеток из небольшого участка слизистой
На сегодняшний день существуют методики получения уротелиальной выстилки на поверхности предварительно подготовленных участков желудочно-кишечного тракта у лабораторных животных, Для этого уротелиальные клетки, полученные из стенки мочевого пузыря, накапливают в культуре в течение двух недель. За время культивирования питательная среда несколько раз обновляется. После этого культуру переносят на биодеградирующий полимер и выдерживают в среде в течение нескольких дней. Следует отметить, что первые эксперименты в этом направлении потерпели неудачу — уротелиальные клетки фиксировались на волокнах полимера, но были не способны заполнять промежутки между ними. Эта проблема была решена с помощью обработки полимерного материала жидким коллагеном. Коллаген I типа обнаруживается в большинстве тканей организма (большей частью в дерме, сухожильях и костях), поэтому вероятность развития иммунной реакции при введении в организмы крайне мала. При изменении рН коллаген отвердевает и таким образом заполняет пространства между волокнами, образуя своего рода мостики. Фиксация клеток на поверхности полимерной основы значительно облегчается при использовании тонкого слоя коллагена. На поверхности модернизированного таким образом биополимера получают монослой уротелия, после чего фиксируют к деэпителизированному участку желудка или кишечника экспериментального животного. Однако добиться стойкого закрепления уротелиальной выстилки не удалось. Из 12 экспериментальных кроликов только у двоих, спустя 4 нед. после операции, обнаруживались островки клеток, напоминавших уротелиальные [18]. В остальных случаях наблюдалось образование рубцовой ткани или восстановление кишечного эпителия. Полученный in vitro уротелиальный монослой не может длительно существовать. По-видимому, это связано с тем, что при контакте с внешней средой происходит дифференцировка клеток уротелия, сопровождающаяся снижением пролиферативной активности. Косвенным подтверждением этого служит обнаружение в монослое большого количества клеток экспрессирующих цитокератин-8 — маркер терминальной стадии дифференцировки
Большего успеха удалось добиться при совместном культивировании уротелиальных клеток с ЗТЗ-фидерными клетками — на основе деэпителизированных участков желудка и кишечника экспериментальных овец получена устойчивая многослойная уротелиальная выстилка [83]. Многослойный эпителий, полученный сначала на коллагеновой матрице, по своему гистологическому строению соответствовал натив-ному многослойному уротелию. Было установлено, что содержание в нем клеток, экспрессирующих цитокератин-8, составляло 1–10 %. Для оценки проли-феративной активности был использован маркер пролиферации Ki67. К!67~положительными (способными к пролиферации) оказались 50–90 % клеток. Возможно, это является результатом взаимодействия с фидерными клетками. В ряде публикаций показано, что ЗТЗ-фидерные клетки существенно влияют на пролиферацию и дифференцировку кератиноцитов in vitro [20, 23, 32, 50]. В то же время никакой корреляции между соотношением дифференцированные/про-лиферирующие уротелиальные клетки и успехом трансплантации выявлено не было
Методика получения многослойной уротелиальной выстилки на подготовленной поверхности желудка или кишечника имеет существенный недостаток в плане применения ее в клинике — необходимость производить вмешательство на желудочно-кишечном тракте, что увеличивает продолжительность операции и повышает риск осложнений [26]. Дальнейшее развитие клеточных технологий позволит получать полноценные многослойные уротелиальные выстилки на более приемлемых основах. Наиболее перспективными в этом плане могут явиться коллагеновые основы [29, 33], а также фасции мышц, например лучевого лоскута
Различные полимеры находят применение для пластики уретры. Материал на основе полигликолевой кислоты (ПГК) — Dexon был использован для пластики дефектов уретры у собак. Через 2 мес после формирования неоуретры отмечалось образование уротелия на поверхности имплантанта, через 3 мес наблюдалась полная биодеградация полимера [22]
На поверхности ПГК, которой предварительно придается трубчатая форма, могут быть фиксированы культивированные in vitro клетки уротелия. Полученные таким образом структуры были имплантированы мышам [63]. Через 30 дней наблюдалась полная деградация полимера с формированием полой трубки, выстланной уротелием. ПГК-трубки с покрытием из полигидроксибутириловой кислоты (ПГБК) использовали при реконструкции уретры у собак [70]. Через 1 год после операции наблюдалась полная деструкция полимеров, образование на месте имплантанта соединительной ткани, покрытой уротелием. ПГБК — биодеградирующий термопластичный полимер, продуцируемый некоторыми бактериями. ПГБК постепенно разрушается в результате гидролиза и ферментативных реакций, продукт гидролиза — 3-гидро-ксибутириловая кислота является естественным метаболитом, содержащимся в крови человека [43]
Снизить вероятность другого осложнения — развития свищей возможно путем ускорения процессоврегенерации ткани на месте шва. В экспериментах на крысах показано [12], что фибробластоподобные стволовые клетки при лечении ожоговых ран значительно повышают динамику процесса заживления. Разница в течении раневого процесса наблюдалась уже на 3-и сутки. Регенерация в ожоговых поверхностях, обработанных фибробластоподобными стволовыми клетками, проходила быстрее. Наблюдалось более активное образование сосудов и коллагеновой пленки. С течением времени разница в динамике процесса заживления усиливалась. Авторы пришли кзаключению, что при использовании фибробластоподобных стволовых клеток заживление ожоговых ран ускоряется за счет снижения воспалительной инфильтрации, увеличения темпов развития сосудистой сети и грануляционной ткани. Можно предположить, что при введении в область анастомоза фибробластоподобных клеток, активируется процесс регенерации тканей, ускоряется заживление раны, и как следствие — снижается вероятность образования свищей
Современные клеточные технологии позволяют сформировать in vitro аналог кавернозной ткани полового члена [95]. Эта методика делает возможным использование аутологичной кавернозной ткани, полученной из собственных клеток пациентов. Подобные исследования [16] с успехом проведены на животных. Эндотелиальные и гладкомышечные клетки, культивированные in vitro, были нанесены на поверхность коллагеновой матрицы и имплантированы в область дефекта полового члена кроликам. Наблюдения проводились в течение 6 мес. Гистологически подтверждено образование кавернозной ткани. Половая функция полностью сохранена во всех наблюдениях

ВЫВОДЫ

Развитие современной клеточной биотехнологии, получение полимеров, по своим физическим и химическим свойствам практически не уступающим натуральной соединительной ткани, позволяет надеяться на скорое решение многих проблем, стоящих перед современной медициной. Достижения различных направлений молекулярно-клеточной биологии последних лет дают ключ к пониманию механизмов, необходимых для успешной клеточной трансплантации. Результаты экспериментальных исследований, проведенных на животных, показали большие потенциальные возможности, открывающиеся при использовании этой технологии
Многие вопросы еще предстоит решить. Существуют проблемы создания оптимальных питательных сред для разных типов клеток, поиска средств влияния на дифференцировку и пролиферацию клеток, возможностей совместного культивирования разных типов клеток с целью получения более жизнеспособной культуры, функционально полноценной in vivo, способной полностью заменить утраченную нативную ткань. Разработка новых и внедрение в клинику существующих экспериментальных методик трансплантации клеток уже сегодня позволит значительно улучшить качество жизни пациентов

ЛИТЕРАТУРА

1. Викторов И. В., Сухих Г. Т. Медико-биологические аспекты применения стволовых клеток. — Вест РАМН, 2002; 4: 24–31
2. Жибурт Е.Б. Стволовые клетки в службе крови. Трансфузиология, 2003; 2(4): 63–75
3. Курило Л.Ф.  Некоторые этические вопросы технологии эмбриональных стволовых клеток. — Пробл. репрод. 2000; 3: 6–12
4. Миланов И.О., Адамян Р.Т,  Казарян Т.В.  Осложнения микрохирургической фаллопластики у транссексуалов. //Анналы пластической, реконструктивной и эстетической хирургии. — №1, 2001
5. Миланов И.О., Адамян Р. Т., Козлов Г.И.  Коррекция пола при транссексуализме. — М.: 1999. — С. 68–69
6. Репин B.C.  Эмбриональная стволовая клетка: от фундаментальных исследований в клинику. — Пат. физиол. и эксп. тер.- 2001; 2: С. 3–8
7. Репин B.C.  Трансплантация клеток: новые реальности в медицине. — БЭБМ, 1998; прил. 1: 14–28
8. Репин В.С,  Ржанинова А.А., Шаменков Д.А.  Эмбриональные стволовые клетки: фундаментальная биология и медицина. — «РеМеТекс», 2002
9. СухихГ.Т. Трансплантация фетальных клеток в медицине: настоящее и будущее. — БЭБМ, 1998; прил.1: 3–13
10. Сухих Г. Т., Малайцев В.В.  Нейральная стволовая клетка: биология и перспективы нейротрансплантации. — БЭБМ, 2001; 131; 3:244–55
11. Сухих Г. Т., Малайцев В.В., Богданова И.М., Дуброина И.В.  Мезенхимальные стволовые клетки. — БЭБМ, 2002; 133; 2: 124–31
12. Шумаков В.И., Расулов М.Ф., Крашенинников М.Е., Зайденов В.А., Онищенко И.А.  Сравнительная оценка эффективности применения аллогенных эмбриональных фибробластов и мезенхимальных стволовых клеток костного мозга для терапии глубоких ожоговых ран. — Вест, трансплант. и искусст. орг., 2002; 4: 7–11. 13.4/o/7SoL, FuchsE. Stem cells of the skin epithelium. Proc Natl Acad Sci USA. 2003 Sep 30; 100 Suppl 1:11830–5
13. Alonso D.L., Fuchs E. Stem cells of the skin epithelium. Proc Natl Acad Sci USA. 2003 Sep 30; 100 Suppl 1:11830–5 14. Amrani D.L., Port S. Cardiovascular disease: potential impact of stem cell therapy. Expert Rev Cardiovasc Ther. 2003 Sep; 1(3):453–61
15. Arinzeh T.L., Peter S.J., Archambault M.P., van den Bos C, Gordon S., Kraus K., Smith A., Kadiyala S. Allogeneic mesenchymal stem cells regenerate bone in a critical-sized canine segmental defect. J. Bone Joint Surg Am., 2003 Oct; 85-A(10):1927–35
16. Atala A. Tissue engineering, stem cells, and cloning for the regeneration of urologic organs. Clin. Plast. Surg., 2003 Oct; 30(4):649–67
17. Atala A., Freeman M.R., Vacanti J.P., Shepard J., Retik А.В.: Implantation in vivo and retrieval of artificial structures consisting of rabbit and human urothelium and human bladder muscle. J. Urol., 1993; 150: 608
18 Atala A., Vacanti J.P., Peters C. A., MandellJ., Retik А. В., Freeman M.R.: Formation of urothelial structures in vivo from dissociated cells attached to biodegradable polymer scaffolds in vitro. J. Urol., 1992; 148: 658–662
19. Avital 1., Feraresso C, Aoki Т., Hui Т., Rozga J., Demet- riouA., Muraca M. Bone marrow-derived liver stem cell and mature hepatocyte engraftment in livers undergoing rejection. Surgery. 2002Aug;132(2):384–90
20. Baden, H.P., Goldaber, M.L.  and Kvedar, J.C.: Keratino- cytes stimulate prostaglandin 12 synthesis by 3T3 cells and exhibits enhanced cornification when exposed to protaglandin 12 analo gues. J. Cell. Physiol., 1992; 150: 269
21. Badiavas E.V., Abedi M., Butmarc J., Falanga V., Que- senberryP. Participation of bone marrow derived cells in cutaneous wound healing. J. Cell Physiol. 2003 Aug; 196(2): 245–50
22. Bazeed M.A., Thuroff J.W., Schmidt R.A., Tanagho E.A.: New treatment for urethral strictures. Urology, 1983; 21: 53–57
23. Boxman I.L., Lowik C, Aarden L, Ponec M.\ Modulation of IL-6 production and IL-1 activity by keratinocyte-fibroblast interaction. J. Invest. Dermatol., 1993; 101:316
24. Cai J., Rao M.S.  Stem cell and precursor cell therapy. Neuromolecular Med., 2002; 2(3):233–49
25. CanceddaR., Mastrogiacomo M., BianchiG., DerubeisA., Muragiia A., Quarto R. Bone marrow stromal cells and their use in regenerating bone. Novartis Found Symp. 2003; 249:133–43
26. Carr M.C.: Complications of bowel augmentation. Dial. PediatrUrol., 1995; 18:2
27. Chang S.C., Chuang H.L., Chen Y.R., Chen J.K., Chung H.Y., Lu Y.L., Lin H.Y., Tai C.L., Lou J. Ex vivo gene therapy in autologous bone marrow stromal stem cells for tissue-engineered maxillofacial bone regeneration. Gene Ther., 2003 Nov; 10(24): 2013–9
28. ChaudhariM., Cornelius J.G., SchatzD., PeckA.B., Ramiya V.K.  Pancreatic stem cells: a therapeutic agent that may offer the best approach for curing type 1 diabetes. Pediatr Diabetes., 2001 Dec; 2(4): 195–202
29. Chen F., Yoo J.J., Atala A. Experimental and clinical experience using tissue regeneration for urethral reconstruction. World J Urol., 2000 Feb; 18(1):67–70
30. Cilento, B.G., Freeman, M.R., Schneck, F.X., Retik, A.B.  and Atala A.: Phenotypic and cytogenetic characterization of human bladder urothelia expanded in vitro. J. Urol., 1994; 152:665
31. Dahlke M.H., Schlitt H.J.  Making hepatocytes from stem cells: where are we? Liver Transpl., 2003 Oct; 9(10): 1100–1
32. Dawson R.A., Goberdhan N.J., Freedlander E., Mac Neil S.: Influence of extracellular matrix proteins on human keratinocyte attachment, proliferation and transfer to a dermal wound model. Burns, 1996; 22: 93
33. De Filippo R.E., Yoo J.J,  Atala A.: Urethral replacement using cell seeded tubularized collagen matrices. J Urol., 2002 Oct; 168(4 Pt 2): 1789–92
34. Denning C, Priddle H.: New frontiers in gene targeting and cloning: success, application and challenges in domestic animals and human embryonic stem cells. Reproduction., 2003 Jul;
35. De Vos P., HamelA.F., Tatarkiewicz K.: Considerations for successful transplantation of encapsulated pancreatic islets. Diabetologia., 2002 Feb; 45(2):159–73
36. DiCampliC, GasbarriniG., Gasbarrini A. Review article: a medicine based on cell transplantation — is there a future for treating liver diseases? Aliment. Pharmacol. Ther., 2003 Sep; 18(5):473–80
37. DiCampliC, NestolaM., PiscagliaA.C, SantoliquidoA., Gas barriniG., Pola P., Gasbarrini A.: Cell-based therapy for liver diseases. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci., 2003 Mar-Apr; 7(2):41–4
38. Ederl.l., CorvinS.C., M. Marcus V., Cronauer, Bartsch G. Jr., J. Zhang, Stenzl A., Bartsch G., Klocker H.\ Selective culture conditions for different types of primary human bladder cells. World J. Urol., 2000; 18:371–375
39. Fandrich F., Ruhnke M.: Stem cells and liver replacement Med Klin (Munich)., 2003 Dec 15; 98 Suppl. 2:18–22
40. Franchini M.\ Mesenchymal stem cells: from biology to clinical applications Recenti Prog Med., 2003 Nov; 94(11 ):478–83
41. Galamb O., Molnar В., Sipos F., TulassayZ,: Possibilities of investigation and clinical application of adult human stem cells OrvHetil., 2003 Nov 16; 144(46):2263–70
42. GerlachJ.C, MutigK., Sauerl.M., SchradeP, Efimova E., Mieder Т., Naumann G., Grunwald A., Pless G., Mas A., Bach- mann S., Neuhaus P., ZeilingerK.: Use of primary human liver cells originating from discarded grafts in a bioreactor for liver support therapy and the prospects of culturing adult liver stem cells in bioreactors: a morphologic study. Transplantation., 2003 Sep15; 76(5):781–6
43. HenlyD.R., Barrett D.M., Wetland T.L,  et al.: Particulate silicone for use in periurethral injections: local tissue effects and search for migration. J. Urol., 1995; 153: 2039–2043
44. Herreros J., Prosper F., Perez A., Gavira J.J., Garcia — VellosoM.J., BarbaJ., Sanchez PL, CanizoC, RabagoG., Marti- ClimentJ.M., HernandezM., Lopez-HolgadoN., Gonzalez-Santos J.M., Martin-Luengo C, Alegria E.\ Autologous intramyocardial injection of cultured skeletal muscle-derived stem cells in patients with non-acute myocardial infarction. Eur. Heart. J., 2003 Nov; 24(22):2012–20
45. Hess D., Li L, Martin M., Sakano S., Hill D., Strutt В., Thyssen S., Gray D.A., Bhatia M.: Bone marrow-derived stem cells initiate pancreatic regeneration. Nat. Biotechnol., 2003 Jul; 21(7):763–70
46. Hirose M., OgushiH.: Treatment of osteo-articular diseases using cultured autologous mesenchymal cells. Nippon Naika Gakkai Zasshi., 2003 Sep 10; 92(9): 1781–5
47. Hisatomi Y., Okumura K., Nakamura K., Matsumoto S., Satoh A., Nagano K., Yamamoto Т., Endo F.\ Flow cytometric isolation of endodermal progenitors from mouse salivary gland differentiate into hepatic and pancreatic lineages. Hepatology., 2004 Mar; 39(3):667–75
48. Hosotani R., Ida J., Kogire M., Fujimoto K., Doi R, Imamura M, Expression of pancreatic duodenal hoemobox-1 in pancreatic islet neogenesis after surgical wrapping in rats. Surgery., 2004 Mar;135(3):297–306
49. Kandeel F., Smith C.V., Todorovl., Mullen Y.\ Advances in islet cell biology: from stem cell differentiation to clinical trans plantation: conference report. Pancreas., 2003 Oct; 27(3): 63–78
50. KaurP, Carter W.G.: Integrin expression and differentiation in transformed human epidermal cells is regulated by fibroblasts. J.CellSci., 1992; 103:755
51. Kim D.H., Je СМ., Sin J.Y., Jung J.S.  Effect of partial hepatectomy on in vivo engraftment after intravenous ad ministration of human adipose tissue stromal cells in mouse. Microsurgery., 2003;23(5):424–31
52. Kobayashi N., Okitsu Т., Nakaji S., Tanaka N.: Hybrid bioartificial liver: establishing a reversibly immortalized human hepatocyte line and developing a bioartificial liver for practical use. JArtif Organs., 2003; 6(4):236–44
53. Krupnick A.S., Kreisel D., Riha M., Balsara K.R., Rosengard B.R.: Myocardial tissue engineering and regeneration as a therapeutic alternative to transplantation. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 2004; 280:139–64
54. KuaiX.L., CongX.Q., LiX.L., Xiao S.D.\ Generation of hepatocytes from cultured mouse embryonic stem cells. Liver Transpl., 2003 Oct; 9(10):1094–9
55. Lechner A., Habener J.F.: Bone marrow stem cells find a path to the pancreas. Nat Biotechnol., 2003 Jul; 21(7):755–6
56. LeckelK,, Blaheta R.A., Markus B.H.: State of hepatocyte transplantation: a risk or a chance? Zentralbl. Chin, 2003 Apr; 128(4):283–90
57. LiuZ.C, Chang T.M.: Coencapsulation of hepatocytes and bone marrow stem cells: in vitro conversion of ammonia and in vivo lowering of bilirubin in hyperbilirubemia Gunn rats. Int. J. Artif. Organs., 2003 Jun; 26(6):491–7
58. Liu Z.C., Chang T.M.: Increased viability of transplanted hepatocytes when hepatocytes are co-encapsulated with bone marrow stem cells using a novel method. Artif. Cells Blood Substit. Immobil. Biotechnol., 2002 Mar; 30(2):99–112
59. Mathews V., Hanson P. Т., FordE., Fujita J., PolonskyK.S., Graubert T.A.: Recruitment of bone marrow-derived endothelial cells to sites of pancreatic beta-cell injury. Diabetes., 2004 Jan; 53(1):91–8
60. Matsuno S.: Division of gastroenterological surgery. Nippon Geka Gakkai Zasshi., 2002 Mar; 103(3):300–3
61. Menasche P.: Cell transplantation in myocardium. Ann. Thorac. Surg., 2003 Jun; 75(6 Suppl):20–8
62. Menasche P.: Myoblast transfer in heart failure. Surg. Clin. North. Am., 2004 Feb; 84(1 ):125–39
63. Merguerian P., ChavezD.R., Hakim S.: Grafting of cultured uroepithelium and bladder mucosa into de-epithelialized segments of colon in rabbits. J. Urol., 1994 152: 671–674
64. Mikula M., FuchsE., HuberH., BeugH., Schulte-Hermann R., Mikulits I/I/.: Immortalized p19ARF null hepatocytes restore liver injury and generate hepatic progenitors after transplantation. Hepatology., 2004 Mar; 39(3):628–34
65. MizunoH., HyakusokuH.: Mesengenic potential and future clinical perspective of human processed lipoaspirate cells. J. Nippon Med. Sen., 2003 Aug; 70(4):300–6
66. Nathan S., Das De S., Thambyah A., Fen C, Goh J., Lee E.H.: Cell-based therapy in the repair of osteochondral defects: a novel use for adipose tissue. Tissue Eng., 2003 Aug; 9(4):733–44
67. Oakes B.W.: Orthopaedic tissue engineering: from laboratory to the clinic. Med. J. Aust., 2004 Mar 1; 180(5 Suppl):S35-8
68. Obradovic S., Rusovic S., Dincic D., Gligic В., BaskotB., Balint В., Stamatovic D., Romanovic R., Ristic A., Trifunovic Z: Autologous pluripotent progenitor cells in the treatment of ischemic heart disease. Vojnosanit Pregl., 2003 Nov-Dec; 60(6):725–31
69. OhgushiH., Miyake J., Tateishi T.: Mesenchymal stem cells and bioceramics: strategies to regenerate the skeleton. Novartis Found Symp., 2003; 249:118–27
70. Olsen L., Bowald S., Busch C, Carlsten J., Eriksson I. (1992) Urethral reconstruction with a new synthetic absorbable device. Scand. J. Urol. Nephrol. 26: 323–326
71. Oshima H., Inoue H., Matsuzaki K., Tanabe M., Kumagai N.: Permanent restoration of human skin treated with cultured epithelium grafting — wound healing by stem cell based tissue engineering. Hum. Cell., 2002 Sep; 15(3):118–28
72. Ozbaran M., Omay S.B,  Nalbantgil S., Kultursay H., Kumanlioglu K., NartD., Pektok E.: Autologous peripheral stem cell transplantation in patients with congestive heart failure due to ischemic heart disease. Eur. J. Cardiothorac. Surg., 2004 Mar; 25(3):342–50
73. PanX.H., Han Y.B,  GuoK.Y.: Pluripotential of human adult stem cells and its application in reparative and reconstructive surgery. Zhongguo. Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi., 2002 Sep; 16(5):329–32
74. Peck А.В., Cornelius J.G,  Schatz D., Ramiya V.K.: Generation of islets of Langerhans from adult pancreatic stem cells. J. Hepatobiliary Pancreat. Surg., 2002; 9(6):704–9
75. Perry Т.Е., KaushalS., Sutherland F.W., Guleserian K.J., Bischoff J., Sacks M., Mayer J.E.: Thoracic Surgery Directors Association Award. Bone marrow as a cell source for tissue engineering heart valves. Ann. Thorac. Surg., 2003 Mar; 75(3): 761–7
76. Petzoldt, J.L., Leigh, I.M., Duffy, P.G., Masters, J. R.W.: Culture and characterisation of human urothelium in vivo and in vitro. Urol. Res., 22: 67, 1994
77. Ramiya V.K,  MaraistM., ArforsK.E., SchatzD.A., PeckA.B., Cornelius J.G.: Reversal of insulin-dependent diabetes using islets generated in vitro from pancreatic stem cells. Nat. Med., 2000 Mar; 6(3):278–82
78. RegimbeauJ.M., MalletV.O., BraletM.P, GilgenkrantzH., Houssin D., Soubrane O.: Transplantation of isolated hepatocytes. Principles, mechanisms, animal models, clinical results. Gas- troenterolClin. Biol., 2002 Jun-Jul; 26(6–7):591–601
79. Ringe J., Haupl Т., Sittinger M.\ Mesenchymal stem cells for tissue engineering of bone and cartilage. Med. Klin. (Munich)., 2003 Dec 15; 98 Suppl 2:35–40
80. Ringe J., Kaps C, Schmitt В., Buscher K., Bartel J., Smolian H., Schultz O., Burmester G.R., Haupl Т., Sittinger M.\ Porcine mesenchymal stem cells. Induction of distinct mesenchymal cell lineages. Cell. Tissue Res., 2002 Mar; 307(3): 321–7
81. Sandulache V.C., ZhouZ., Sherman A., DoharJ.E., Hebda PA.: Impact of transplanted fibroblasts on rabbit skin wounds. Arch. Otolaryngol. Head NeckSurg., 2003 Mar; 129(3):345–50
82. Southgate, J., Hutton, K.A.R., Thomas, D. F. M., Trejdo- siewicz L.K.: Methods in laboratory investigation. Normal human urothelial cells in vitro: proliferation and induction of stratification. Lab. Invest., 71: 583, 1994
83. SchaeferB.M., LorenzC, BackW., MollR., Sun Т. Т., Schober C, WaagK.L, KramerM.D.: Autologoustransplantation of urothelium into demucosalized gastrointestinal segments: evidence for epi- thelialization and differentiation of in vitro expanded and transplanted urothelial cells. The J. of Urol., 1998 Jan.; 159:284–290
84. Smits P.C., van Geuns R.J., Poldermans D., Bounti- oukosM., Onderwater E.E., Lee C.H., MaatA.P., Serruys P.I/I/.: Catheter-based intramyocardial injection of autologous skeletal myoblasts as a primary treatment of ischemic heart failure: clinical experience with six-month follow-up. J. Am. Coll. Cardiol., 2003 Dec17;42(12):2063–9
85. Spranger T.M.: Stem cell procedures on a legal point of view. Zentralbl. Gynakol., 2002 Nov; 124(11):529–32. 86. Sugiyama O., Oh mo H., Suzuki S., Yamashita K., Ito H., Shimada T.: Bone formation following transplantation of genetically modified primary bone marrowstromal cells. J. Orthop. Res., 2003 Jul;21(4):630–7
87. Suzuki K., Murtuza В., Smolensk! R.T., Yacoub M.H.: Selective cell dissemination into the heart by retrograde intra- coronary infusion in the rat. Transplantation., 2004 Mar. 15; 77(5):757–9
88. TaheriS.: Myogenesis after myocardial stem cell transplan tation. J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 2003 Dec; 126(6):2116–7
89. Tocci A., Forte L.: Mesenchymal stem cell: use and perspectives. Hematol. J. 2003; 4(2):92–6
90. Vassilopoulos G., Wang PR., Russell D.W.: Transplanted bone marrow regenerates liver by cell fusion. Nature., 2003 Apr. 24; 422(6934):901–4. Epub. 2003 Mar. 30
91. Vats A, TolleyN.S., Buttery L.D., PolakJ.M.: The stem cell in orthopaedic surgery. J. Bone Joint Surg. Br., 2004 Mar.; 86(2): 159–64
92. Vilquin J.T., Marolleau J.P,  Hagege A., Menasche P., Fiszman M., Schwartz K.\ Cell transplantation for post-ische- mic heart failure. Arch. Mai. Coeur. Vaiss., 2002 Dec; 95(12): 1219–25
93. Wisser D., Steffes J.: Skin replacement with a collagen based dermal substitute, autologous keratinocytes and fibroblasts in burn trauma. Burns., 2003 Jun; 29(4):375–80
94. Yamaoka T.: Regeneration therapy of pancreatic beta cells: towards a cure for diabetes? Biochem. Biophys. Res. Commun., 2002 Sep 6; 296(5): 1039–43
95. YooJ.J., ParkH.J.,AtalaA.: Tissue-engineering application for phallic reconstruction. World J. Urol., 2000 18: 62–66

Статья взята из журнала «Анналы пластической, реконструктивной и эстетической хирургии», «Annals of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery» 3/2004